Środki dezynfekcyjne do dekontaminacji endoskopów giętkich.pdf

(72 KB) Pobierz
www.zakazenia.org.pl
Page 1 of 6
Środki
dezynfekcyjne do dekontaminacji endoskopów giętkich - Tomasz Marek, Anna
Dziurowska-Marek
ŚRODKI
DEZYNFEKCYJNE DO DEKONTAMINACJI ENDOSKOPÓW GIĘTKICH
DISINFECTANTS FOR DECONTAMINATION OF FLEXIBLE
ENDOSCOPES
Streszczenie
W ciągu ostatnich kilku lat obserwuje się szybki rozwój technik dezynfekcji endoskopów giętkich, którego celem
jest zwiększenie skuteczności działania biobójczego i zmniejszenie szkodliwości dla personelu. Wprowadzono
wiele nowych preparatów, przewyŜszających skutecznością, szybkością i bezpieczeństwem działania
dotychczasowy „złoty standard”, jakim jest aldehyd glutarowy. Ich omówienie i porównanie jest przedmiotem
niniejszego artykułu.
Summary
A rapid development of decontamination techniques of flexible endoscopes has been observed during recent
few years, aimed at improvement of germicidal activity with simultaneous reduction of staff toxicity. Several new
disinfectants have been introduced, being more effective, faster and safer than the current „gold standard” of
glutaraldehyde. The description and comparison of new disinfectants is the topic of this paper.
Słowa kluczowe/Key words
endoskopia > dekontaminacja > dezynfekcja >
środki
dezynfekcyjne
endoscopy > decontamination > disinfection > disinfectants
Giętkie endoskopy (fiberoskopy), stosowane w endoskopii przewodu pokarmowego, zaliczają się według
klasyfikacji Spauldinga [1] do tzw. kategorii
średniego
ryzyka, (semi-critical), a więc po zabiegu muszą być
poddane tzw. dezynfekcji wysokiego poziomu (high-level disinfection, HLD), w wyniku której następuje
eliminacja wszystkich form wegetatywnych drobnoustrojów. HLD osiąga się najczęściej przez zastosowanie
płynnych preparatów biobójczych. Najczęściej stosowanym
środkiem
był i jest nadal aldehyd glutarowy
(glutaraldehyde, GA), zalecany przez wytyczne większości organizacji naukowych lub rządowych jako
środek
standardowy [2, 3, 4, 5, 6]. Nie jest to idealny
środek.
Jego główną wadą jest działanie szkodliwe dla personelu.
W ostatnich latach do uŜycia weszło (lub jest w fazie badań) kilka nowych substancji, które przewyŜszają GA
skutecznością i szybkością działania przy równoczesnej mniejszej szkodliwości. Wzory chemiczne
przedstawiono na ryc. 1, a podsumowanie najbardziej istotnych cech omawianych preparatów – w tab. 1.
Aldehyd glutarowy
GA działa biobójczo przez alkilację grup sulfhydrylowych, hydroksylowych, karboksylowych i aminowych.
Skuteczność działania biobójczego zaleŜy od pH roztworu i jest największa w przedziale od 7,5 do 8,5. Przy
takim pH i w stęŜeniu > 2% GA (np. Cidex, Sekucid) zabija formy wegetatywne bakterii w czasie krótszym niŜ
dwie minuty, grzyby i wirusy w czasie krótszym niŜ 10 minut, a zarodniki bakterii w czasie trzech godzin [7, 8].
Badania nad czasem działania prątkobójczego GA przyniosły wyniki o znacznej rozpiętości: od < 10 do > 30
minut [9, 10, 11, 12]. Choć przyjmuje się,
Ŝe
czas konieczny dla inaktywacji 106 Mycobacterium tuberculosis
przy zasadowym pH, stęŜeniu > 2% i temperaturze pokojowej (20–25° wynosi 20 minut [8], to warunki
C)
rejestracji FDA podają dla większości preparatów czas 45 minut [13]. Czas inaktywacji innych prątków (np. M.
avium-intracellulare, M. gordonae) jest dłuŜszy i moŜe wynosić do 60 minut [11]. Opisano takŜe występowanie
innych drobnoustrojów o znaczącej oporności na GA (m.in. Methylobacterium, Trichosporon, Cryptosporidium)
[12].
Zwiększenie stęŜenia GA i temperatury zdecydowanie przyspiesza działanie biobójcze. Na przykład przy
stęŜeniu 3,4% w temperaturze pokojowej (np. Cidex Plus) oraz przy stęŜeniu 2,5% w temperaturze 35° (np.
C
Rapicide) czas konieczny dla osiągnięcia HLD wynosi odpowiednio 20 i 5 minut [13]. Te ostatnie warunki są
moŜliwe do osiągnięcia w myjniach automatycznych (automatic endoscope reprocessor, AER) wyposaŜonych
w podgrzewacz. Zwiększenie temperatury procesu do 55–60° (ETD Disinfe ctant, Helimatic, Sekumatic FD)
C
umoŜliwia dalsze obniŜenie stęŜenia GA.
Odczyn ma istotne znaczenie dla czasu aktywności roztworu GA. W
środowisku
zasadowym dochodzi do
polimeryzacji blokującej aktywne miejsca cząsteczek. Zasadowy roztwór GA nie moŜe być uŜywany po
aktywacji dłuŜej niŜ przez 14 dni [3, 12]. Zastosowanie stabilizatorów moŜe przedłuŜyć czas działania roztworu
GA do 28–30 dni (np. Cidex Formula 7 Long-Life, Wavicide-01, Metricide Long-Life, Steranios). Podobny okres
aktywności ma roztwór GA o kwaśnym pH (~6,1), stosowany w temperaturze 35° w AER (Rapicide).
C
Wielokrotne uŜycie jakiegokolwiek
środka
dezynfekcyjnego, w tym GA, prowadzi do jego stopniowego
rozcieńczenia wodą pochodzącą z płukania endoskopów. Minimalne stęŜenie GA konieczne dla zachowania
aktywności biobójczej w temperaturze 25° wynosi 1,5% [12]. Powoduje to konieczność okresowego badania
C
stęŜenia GA z zastosowaniem odpowiednich testów (z reguły paskowych). Częstotliwość testowania zaleŜy od
częstości stosowania GA. JeŜeli jest on stosowany rzadziej niŜ codziennie, naleŜy go testować za kaŜdym
razem przed uŜyciem, jeśli natomiast jest stosowany wielokrotnie w ciągu dnia, testy powinno się
przeprowadzać co 10 kolejnych procedur dezynfekcji [12].
http://www.zakazenia.org.pl/index.php?okno=7&art_type=9&id=139
2008-03-27
www.zakazenia.org.pl
Page 2 of 6
Istotnymi zaletami GA są: niski koszt i doskonała kompatybilność z materiałami, z których wykonane są
endoskopy – po stosowaniu GA nie stwierdza się uszkodzeń sprzętu [3, 12]. Do wad GA naleŜy zaliczyć
zdolność do koagulacji i utrwalania białek, co w przypadku niedostatecznego mechanicznego czyszczenia
endoskopów sprzyja powstawaniu biofilmu w kanałach roboczych [3, 12].
NajpowaŜniejszą wadą GA jest działanie szkodliwe dla personelu – głównie draŜniące i uczulające.
Najczęstszymi problemami występującymi po kontakcie z GA są zapalenia skóry, spojówek i błony
śluzowej
górnych dróg oddechowych oraz astma [3, 4, 14, 15]. Niedostateczne wypłukanie resztek GA z endoskopu
moŜe być przyczyną stanów zapalnych błony
śluzowej
u chorych poddanych endoskopii, zwłaszcza zapalenia
jelita grubego [16, 17].
Obawy dotyczące występowania astmy u pracowników mających kontakt z GA stały się przyczyną wycofania w
2002 roku z brytyjskiego rynku preparatów zawierających ten
środek
[4, 6]. Inne kraje nie zdecydowały się do
tej pory na takie postępowanie.
Dla zmniejszenia ryzyka szkodliwego działania GA naleŜy poczynić pewne kroki. Muszą więc być stosowane
podstawowe
środki
ochrony osobistej (fartuchy, rękawice, okulary ochronne, maski). Dezynfekcja powinna być
przeprowadzana w wydzielonych pomieszczeniach, najlepiej za pomocą AER o zamkniętym obiegu. Jeśli
natomiast przeprowadzana jest ręcznie, konieczne jest zastosowanie w pomieszczeniu wyciągów
zapewniających od 7 do 15 wymian powietrza na godzinę, tak aby stęŜenie glutaraldehydu nie przekraczało
0,05 ppm [4, 14].
Środkiem
zachowującym skuteczność GA i pozbawionym jego działań ubocznych moŜe być kompleks GA z
surfaktantem, wprowadzony ostatnio w Republice Południowej Afryki jako G-cide lub GX + Endoscope Solution
(2,7% Glutaral C11-C15 Pareth 9). Według danych producenta stabilność roztworu wynosi 12 miesięcy, ma on
być teŜ pozbawiony właściwości draŜniących i uczulających.
Aldehyd bursztynowy
Aldehyd bursztynowy (succinic dialdehyde, SDA) jest związkiem bardzo podobnym do GA. Od wielu lat, choć w
znacznie mniejszym zakresie, jest stosowany dla osiągnięcia HLD, głównie w krajach europejskich (nie jest
zarejestrowany w USA). Do dezynfekcji endoskopów producent zaleca stosowanie 6% roztworu koncentratu
(Gigasept FF), zawierającego 11% SDA i 3% dwumetoksy-tetrahydrofuranu w czasie 15 minut. Warunki te nie
wystarczają dla inaktywacji niektórych wirusów (adenowirusy, wirusy polio) [18]. Biorąc pod uwagę
podobieństwo struktury GA i SDA nie naleŜy przypuszczać,
Ŝe
SDA nie wykazuje, podobnie jak GA, działania
szkodliwego dla personelu [19]. Preparaty SDA, podobnie jak GA, zostały wycofane z rynku brytyjskiego.
Aldehyd orto-ftalowy
Aldehyd orto-ftalowy (ortho-phthal(di)aldehyde, OPA) jest stosowany w HLD zaledwie od kilku lat. OPA
charakteryzuje się doskonałą kompatybilnością materiałową, nie wymaga aktywacji i jest stabilny w bardzo
szerokim zakresie od trzech do dziewięciu pH [20]. PrzewyŜsza on skutecznością i szybkością działania
aldehydy stosowane do tej pory [21].
OPA w stęŜeniu 0,55% i w temperaturze pokojowej (Cidex OPA) umoŜliwia osiągnięcie HLD w czasie zaledwie
5–6 minut [20], ale warunki rejestracji FDA podają czas 12 minut [12]. Trwałość roztworu OPA wynosi 14 dni, a
minimalne stęŜenie OPA konieczne dla zachowania aktywności biobójczej – 0,3%. Większa skuteczność OPA
wynika zapewne z nieco odmiennej budowy chemicznej i związanej z tym lepszej penetracji przez błony i
ściany
komórkowe drobnoustrojów [22, 23]. Natomiast działanie sporobójcze jest powolne (32 godziny w
temperaturze pokojowej), dlatego OPA nie jest stosowany do sterylizacji.
Istotną wadą OPA jest barwienie białek na kolor szaroczarny, dotyczy to takŜe skóry [3,14]. Przebarwienia
powstają teŜ na sprzęcie oraz tkaninach. Początkowo uwaŜano,
Ŝe
OPA nie draŜni błon
śluzowych
i skóry oraz
Ŝe
nie ma właściwości uczulających. Jednak w ostatnim okresie opisano występowanie wielu działań
ubocznych, w tym reakcji anafilaktycznych u chorych z rakiem pęcherza, poddawanych powtarzanym
cystoskopiom instrumentami dezynfekowanymi w OPA [24]. Jest mało prawdopodobne, aby szkodliwość OPA
dla personelu i chorych była znacznie mniejsza niŜ w przypadku GA (choć OPA jest związkiem mniej lotnym niŜ
GA i moŜe w mniejszym stopniu draŜnić drogi oddechowe), więc konieczne jest stosowanie tych samych
działań ochronnych [14, 25]. Producent zaleca trzykrotne płukanie endoskopów dla usunięcia pozostałości
OPA po dezynfekcji.
OPA jest znacznie droŜszy od GA, jednak w sytuacji, gdy czas dezynfekcji jest czynnikiem limitującym ruch
chorych, jego zastosowanie moŜe być ekonomicznie korzystne.
Kwas nadoctowy
Kwas nadoctowy (peracetic/peroxyacetic acid; PAA) naleŜy do grupy
środków
biobójczych o działaniu
utleniającym. Był pierwszym preparatem alternatywnym do GA. W roztworze wodnym pozostaje z reguły w
dynamicznej równowadze z nadtlenkiem wodoru i kwasem octowym. PAA jest substancją o bardzo wysokiej
skuteczności i szybkości działania: w stęŜeniu 0,2 (Steris 20) – 0,35% (NU Cidex) umoŜliwia osiągnięcie HLD w
czasie pięciu minut oraz stanu sterylności w czasie 10 minut – takŜe w obecności resztek materii organicznej
[3]. W identycznym czasie moŜna osiągnąć poziom sterylności, stosując roztwór 0,26% uzyskiwany ex tempore
z proszku nadboranu sodu (Perasafe, Sekusept Aktiv) [3, 18]. NiŜsze stęŜenia (0,15% – Gigasept PA) wiąŜą
się z dłuŜszym czasem dezynfekcji. PAA w stęŜeniu 0,2% i w temperaturze 50° jest skuteczniejszy od tlenku
C
etylenu [26]. Te ostatnie parametry dotyczą urządzenia Steris System 1, w którym PAA jest automatycznie
rozcieńczany do końcowego stęŜenia 0,2% z koncentratu 35%. Proces o całkowitym czasie trwania 30 minut
(w tym 12 minut działania PAA) umoŜliwia uzyskanie instrumentu wolnego od wszystkich drobnoustrojów, a
więc sterylnego.
PAA w odróŜnieniu od aldehydów nie utrwala białek, tym samym nie powoduje powstawania biofilmu, a nawet
jest w stanie przyczynić się do jego usuwania [3]. Kolejną zaletą PAA jest jego brak szkodliwości dla
http://www.zakazenia.org.pl/index.php?okno=7&art_type=9&id=139
2008-03-27
www.zakazenia.org.pl
Page 3 of 6
środowiska
– rozkłada się na substancje nietoksyczne (woda, kwas octowy, nadtlenek wodoru i tlen).
Skuteczność PAA jest, niestety, okupiona wieloma wadami. Jest on związkiem wyjątkowo nietrwałym –
stabilność roztworu wynosi jedynie 24 godziny [3, 12]. Najbardziej istotną wadą PAA jest powodowanie korozji
dezynfekowanego sprzętu. Właściwości korozyjne róŜnią się dla poszczególnych preparatów i zaleŜą od
stęŜenia PAA, pH i temperatury procesu oraz dodanych substancji antykorozyjnych [3].
Właściwości draŜniące PAA wydają się mniejsze niŜ w przypadku aldehydów. Natomiast szczególnie ostroŜnie
naleŜy obchodzić się z pojemnikami zawierającymi koncentrat 35%, gdyŜ roztwór ten moŜe spowodować
powaŜne oparzenia [3, 25].
Koszty zastosowania PAA są wyŜsze niŜ koszty stosowania GA, i to w przypadku zarówno dezynfekcji
manualnej, jak i automatycznej, takŜe ze względu na potencjalne wyŜsze koszty napraw endoskopów [27].
Nadtlenek wodoru
Działanie nadtlenku wodoru, czyli wody utlenionej (hydrogen peroxide, H2O2), polega na uwalnianiu aktywnych
rodników hydroksylowych, które uszkadzają lipidy w błonach komórkowych oraz inne istotne składniki komórek
[28]. Skuteczność H2O2 zaleŜy od stęŜenia preparatu i aktywności katalazy w komórkach drobnoustrojów [28].
Dla uzyskania HLD i ewentualnie sterylności stosuje się stęŜenia H2O2 od 6 do 25%. Roztwór H2O2 o
stęŜeniu 7,5%, z dodatkiem 0,85% kwasu fosforowego jako stabilizatora pH (Sporox), umoŜliwia osiągnięcie
HLD w czasie 10 minut [14] (30 minut według warunków FDA) [13]. Nadtlenek wodoru jest związkiem
stosunkowo stabilnym, o trwałości 21 dni. Minimalne stęŜenie dla zachowania aktywności biobójczej wynosi
6%.
Testowano roztwór 13,4%, który pozwalał na osiągnięcie HLD w czasie pięciu minut i sterylności w czasie 30
minut w temperaturze 20° [29], jednak nie został o n do tej pory zarejestrowany.
C
Niedostateczne wypłukanie resztek H2O2 moŜe prowadzić do powstania zmian zapalnych jelita [30].
Największą wadą H2O2 jest działanie uszkadzające sprzęt. Większość wytycznych nie zaleca stosowania tego
środka
do dezynfekcji endoskopów giętkich [2, 3, 4].
Kwas nadoctowy + nadtlenek wodoru
Synergistyczne działanie H2O2 i PAA wykorzystano do opracowania preparatów, zawierających obydwie
substancje (np. Acecide, Endospor, Peract 20, Aperlan, EndoDis), ale ze względu na działanie korozyjne nie
wszystkie są polecane do dezynfekcji endoskopów. Niektóre, mimo akceptacji FDA, zostały wycofane z rynku
[12].
Związki chloru
Związki chloru są silnymi utleniaczami, uszkadzającymi białka (enzymy) i lipoproteiny. W dezynfekcji
endoskopów stosowany jest dwutlenek chloru oraz kwas podchlorawy.
Dwutlenek chloru
Dwutlenek chloru (chlorine dioxide, ClO2) w roztworze wodnym o stęŜeniu od 0,0225 (Tristel Single-Use) do
0,038% (Tristel Multi-Shot) i pH 5–6 wykazuje niezwykle szybkie działanie sporobójcze w czasie 10 minut [3].
Dwutlenek chloru jest gazem wysoce niestabilnym i wybuchowym. Natomiast w roztworze wodnym o stęŜeniu
wyjściowym 0,038% jego stabilność moŜe sięgać kilku dni. Minimalne stęŜenie dla zachowania aktywności
biobójczej wynosi 0,0175%. Z tych powodów roztwór ClO2 jest produkowany na miejscu, w reakcji chlorynu
sodu z mieszaniną kwasów organicznych (głównie z kwasem cytrynowym). Oprócz szybkości działania do zalet
ClO2 naleŜy zaliczyć stosunkowo wysoką skuteczność w obecności materii organicznej oraz brak utrwalania
białek [3, 6]. ClO2 moŜe być stosowany w AER, ulega równieŜ szybkiej biodegradacji do produktów
nieszkodliwych dla
środowiska.
Podstawową wadą dwutlenku chloru jest działanie korozyjne na większość metali (preparaty komercyjne
zawierają inhibitory korozji). MoŜe takŜe powodować odbarwienie powłoki endoskopów, co ma jedynie
znaczenie kosmetyczne. Szkodliwość dla personelu nie jest duŜa, dotyczy głównie działania draŜniącego drogi
oddechowe [3].
Dwutlenek chloru jest stosowany głównie w Wielkiej Brytanii, natomiast nie jest zarejestrowany przez FDA.
Kwas podchlorawy i podchloryny
Kwas podchlorawy (kwas chlorowy (I), hypochlorous acid, HClO) i podchloryny (głównie podchloryn sodu,
sodium hypochlorite, NaClO) są najczęściej uŜywanymi
środkami
dezynfekcyjnymi, nie tylko w medycynie, ale i
w gospodarstwach domowych (jako tzw. wybielacze). HClO i NaClO są teŜ głównymi składnikami całej grupy
nowego typu
środków
dezynfekcyjnych, nazywanych najczęściej wodą zawierającą wolne rodniki (super-
oxidized water, SOW), kwaśną wodą elektrolizowaną (electrolyzed acid water, EAW) lub wieloma innymi
nazwami (electrolyzed water, electrolyzed strong acid aqueous solution, mixed oxidant solutions, acid
electrolytic solution) [3, 20, 31, 32, 33, 34].
Oprócz HClO i NaClO, składających się na tzw. dostępny wolny chlor (available free cholorine, AFC),
mieszaniny te zawierają takŜe niewielkie ilości kwasu solnego, chlorku i chloranu sodu, dwutlenku chloru,
nadtlenku wodoru, ozonu [31, 32].
SOW jest uzyskiwana z elektrolizy roztworu soli kuchennej o stęŜeniu od 0,05 do 0,3% w komorze z błoną
półprzepuszczalną oddzielającą anodę i katodę. W zaleŜności od generatora i preparatu otrzymuje się roztwory
http://www.zakazenia.org.pl/index.php?okno=7&art_type=9&id=139
2008-03-27
www.zakazenia.org.pl
Page 4 of 6
o róŜnym stęŜeniu AFC (od 7 do 675 ppm), pH (od 2,3 do 10) i potencjale oksydoredukcyjnym powyŜej 1000
mV [3, 31, 34]. Tak zwana mocno kwaśna EAW (system Cleantop WM-S) wykorzystuje w działaniu biobójczym
głównie niskie pH (< 3) i wysoki potencjał oksydoredukcyjny (> 1100 mV), przy niewielkim stęŜeniu AFC (8–12
ppm), natomiast tzw. słabo kwaśna AEW (system Sterilox) wykorzystuje głównie działanie AFC (220 ppm), przy
względnie neutralnym pH (6–7). Według danych producentów obydwa systemy (w AER) pozwalają na
osiągnięcie sterylności w czasie pięciu minut. Warunki rejestracji FDA (tylko Sterilox dla dezynfekcji manualnej)
podają dla osiągnięcia HLD czas 10 minut [13].
Do niewątpliwych zalet SOW naleŜy bardzo wysoka skuteczność biobójcza oraz wysoki stopień
bezpieczeństwa dla personelu i
środowiska.
SOW, mimo niskiego pH, wydaje się nie mieć działania
draŜniącego i uczulającego oraz ulega bardzo szybkiej biodegradacji do nieszkodliwych metabolitów. SOW nie
utrwala białek i nie powoduje powstawania biofilmu, a nawet moŜe go usuwać. Kolejną zaletą jest niski koszt,
sprowadzający się w zasadzie do zakupu generatora SOW, następnie soli, wody i elektryczności [3].
Wadami SOW są niestabilność oraz spadek skuteczności biobójczej w obecności materii organicznej [3, 6, 20,
32, 34]. SOW musi być wytwarzana w miejscu dezynfekcji i uŜywana jednorazowo lub w sposób ciągły
uzupełniana w czasie pracy AEW [3]. Ostatnio pojawiły się doniesienia o uzyskaniu SOW o neutralnym pH i
znacznej trwałości (np. Suprox, Microcyn), jednak ocena moŜliwości zastosowania tych preparatów w
endoskopii jest kwestią przyszłości [32].
Kolejnym problemem jest szkodliwy wpływ SOW na endoskopy, zwłaszcza polimery stosowane w
zewnętrznych powłokach endoskopów – działanie korozyjne róŜni się w zaleŜności od typu SOW i endoskopu
[3, 6, 34].
Czwartorzędowe związki amoniowe, alkilamina, glukoprotamina
Środki
dezynfekcyjne oparte na ww. składnikach są stosowane głównie w Europie
Środkowej. śaden
z nich nie
jest zarejestrowany przez FDA. Głównym ich mankamentem jest słabe i powolne działanie wirusobójcze, nie są
teŜ pozbawione szkodliwego działania dla personelu,
środowiska
i sprzętu endoskopowego [3].
Z grupy preparatów czwartorzędowych związków amoniowych na uwagę zasługuje Thermoton Endo,
umoŜliwiający osiągnięcie HLD w czasie 5 minut, przy zastosowaniu w AEW w temperaturze 55–60°
C.
Preparaty zawierające aminy mają dodatkowo dobre własności myjące i nie utrwalają białek. Z tej grupy warto
wymienić Korsolex AF, umoŜliwiający osiągnięcie HLD w czasie 15 minut [3].
Inne
środki
dezynfekcyjne
Z technik dezynfekcji, które są przedmiotem badań, na wymienienie zasługuje zastosowanie w AER kwasu
nadmrówkowego (produkowanego z kwasu mrówkowego i nadtlenku wodoru, Endoclens) [20]. Kwas
nadmrówkowy w stęŜeniu od 0,13 do 0,23% w temperaturze 44° wykazuje działanie sporobójcze w czasie 10
C
minut (całkowity czas procesu 30 minut). Ocena ewentualnej szkodliwości, kompatybilności ze sprzętem
endoskopowym i kosztów jest na razie nieznana.
Wnioski
W ostatnich latach obserwujemy szybki rozwój technik dezynfekcji i sterylizacji niskotemperaturowej. W tej
sytuacji wybór
środka
do dekontaminacji endoskopów moŜe być trudniejszy niŜ przed kilku laty. Obecnie
dominuje szersze zastosowanie dezynfekcji automatycznej oraz stopniowe odchodzenie od preparatów
zawierających aldehydy na rzecz związków o działaniu utleniającym, umoŜliwiających osiągnięcie HLD lub
sterylności w czasie kilku minut. Jeśli zostaną pokonane problemy kompatybilności sprzętu, przyszłość
dezynfekcji endoskopów giętkich będzie prawdopodobnie naleŜała do szybkich AEW, generujących utleniający
środek
dezynfekcyjny ex tempore i w sposób ciągły monitorujących prawidłowość warunków procesu.
Piśmiennictwo:
1. Favero M. S., Bond W. W.: Disinfection of medical and surgical materials [w:] Block S. S. (red.): Disinfection,
Sterilization, and Preservation, Philadelphia, Lippincott William & Wilkins, 2001, 881–917.
2. Kruse A., Rey J. F., Beilenhoff U.: Guidelines on cleaning and disinfection in GI endoscopy, Endoscopy,
2000, 32, 77–83.
3. Rey J. F., Kruse A.: ESGE/ESGENA technical note on cleaning and disinfection, Endoscopy, 2003, 35, 869–
77.
4. BSG Guidelines For Decontamination of Equipment for Gastrointestinal Endoscopy. BSG Working Party
Report 2003. The Report of a Working Party of the British Society of Gastroenterology Endoscopy Committee,
http://www.bsg.org.uk/clinical_prac/guidelines/disinfection.htm.
5. Nelson D. B., Jarvis W. R., Rutala W. A. i wsp.: Multi-society guideline for reprocessing flexible
gastrointestinal endoscopes, Gastrointest Endosc, 2003, 58, 1–8.
6. Endoscope Reprocessing: Guidance on the Requirements for Decontamination Equipment, Facilities and
Management. NHS National Service Scotland, December 2004,
www.show.scot.nhs.uk/scieh/infectious/hai/decontamination/documents/301204_LIVE_Endoscopy%
20Guidance.pdf.
7. Babb J. R., Bradley C. R., Ayliffe G. A. J.: Sporicidal activity of glutaraldehydes and hypochlorites and other
factors influencing their selection for the treatment of medical equipment, J Hosp Infect, 1980, 1, 63–75.
http://www.zakazenia.org.pl/index.php?okno=7&art_type=9&id=139
2008-03-27
www.zakazenia.org.pl
Page 5 of 6
8. Russell A. D.: Glutaraldehyde: current status and uses, Infect Control Hosp Epidemiol, 1994, 15, 724–33.
9. Rutala W. A.: 1994, 1995 and 1996 APIC Guidelines Committee. APIC guideline for selection and use of
disinfectants. Association for Professionals in Infection Control and Epidemiology, Inc Am J Infect Control,
1996, 24, 313–42.
10. Rubbo S. D., Gardner J. F., Webb R. L.: Biocidal activities of glutaraldehyde and related compounds, J Appl
Bacteriol, 1967, 30, 78–87.
11. Collins F. M.: Bactericidal activity of alkaline glutaraldehyde solution against a number of atypical
mycobacterial species, J Appl Bacteriol, 1986, 61, 247–51.
12. Rutala W. A., Weber D. J.: Disinfection and Sterilization In Healthcare Facilities,
www.unc.edu/depts/spice/dis/ DisinfectionAndSterilizationInHealthcare. pdf.
13. Device Evaluation Information. FDA-Cleared Sterilants and High Level Disinfectants with General Claims
for Processing Reusable Medical and Dental Devices, May 13, 2005,
http://www.fda.gov/cdrh/ode/germlab.html.
14. Rutala W. A., Weber D. J.: Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee. Draft guideline for
Disinfection and Sterilization In Healthcare Facilities, www.cdc.gov/ncidod/hip/dsguide.htm.
15. McDonald J. C., Chen Y., Zekveld C. i wsp.: Incidence by occupation and industry of acute work related
respiratory diseases in the UK, 1992–2001, Occup Environ Med, 2005, 62, 836–42.
16. Jonas G., Mahoney A., Murray J. i wsp.: Chemical colitis due to endoscope cleaning solutions: a mimic of
pseudomembranous colitis, Gastroenterology, 1988, 95, 1403–8.
17. Rozen P., Somjen G. J., Baratz M. i wsp.: Endoscope-induced colitis: description, probable cause by
glutaraldehyde, and prevention, Gastrointest Endosc, 1994, 40, 547–53.
18. Brzyska E., Jakimiak B., Röhm-Rodowald E. i wsp.: Preparaty dezynfekcyjne pozytywnie zaopiniowane
przez PZH, przeznaczone do stosowania w zakładach opieki zdrowotnej, Informacja VIII, Zakład Zwalczania
SkaŜeń Biologicznych PZH, Warszawa 2005,
www.pzh.gov.pl/zaklady/preparaty.pdf.
19. Heath and Safety Executive: Endoscope Disinfection – Alternatives To Glutaraldehyde,
www.hse.gov.uk/foi/internalops/ sectors/public/7.03.14. pdf.
20. Rutala W. A., Weber D. J.: New disinfection and sterilization methods. Emerg Infect Dis, 2001, 7, 348–53.
21. Fraud S., Maillard J. Y., Russell A. D.: Comparison of the mycobactericidal activity of ortho- phthalaldehyde,
glutaraldehyde and other dialdehydes by a quantitative suspension test, J Hosp Infect, 2001, 48, 214–21.
22. Walsh S. E., Maillard J. Y., Russell A. D. i wsp.: Possible mechanisms for the relative efficacies of ortho-
phthalaldehyde and glutaraldehyde against glutaraldehyde-resistant Mycobacterium chelonae, J Appl Microbiol,
2001, 91, 80–92.
23. Fraud S., Hann A. C., Maillard J. Y. i wsp.: Effects of ortho-phthalaldehyde, glutaraldehyde and
chlorhexidine diacetate on Mycobacterium chelonae and Mycobacterium abscessus strains with modified
permeability, J Antimicrob Chemother, 2003, 51, 575–84.
24. Sokol W. N.: Nine episodes of anaphylaxis following cystoscopy caused by Cidex OPA (ortho-
phthalaldehyde) high-level disinfectant in 4 patients after cytoscopy, J Allergy Clin Immunol, 2004, 114, 392–7.
25. Rideout K., Teschke K., Dmich-Ward H. i wsp.: Considering risks to healthcare workers from glutaraldehyde
alternatives in high-level disinfection, J Hosp Infect, 2005, 59, 4–11.
26. Alfa M. J., DeGagne P., Olson N. i wsp.: Comparison of liquid chemical sterilization with peracetic acid and
ethylene oxide sterilization for long narrow lumens, Am J Infect Control, 1998, 26, 469–77.
27. Fuselier H. A. Jr, Mason C.: Liquid sterilization versus high level disinfection in the urologic office, Urology,
1997, 50, 337–340.
28. Block S. S.: Peroxygen compounds [w:] Block S. S. (red): Disinfection, sterilization, and preservation,
Philadelphia, Lippincott William & Wilkins, 2001, 185–204.
29. Hobson D. W., Seal L. A.: Evaluation of a novel, rapid-acting, sterilizing solution at room temperature, Am J
Infect Control, 2000, 28, 370–5.
30. Bilotta J. J., Waye J. D.: Hydrogen peroxide enteritis: the „snow white” sign, Gastrointest Endosc, 1989, 35,
428–430.
31. Sampson M. N., Muir A. V.: Not all super-oxidized waters are the same, J Hosp Infect, 2002, 52, 228–9.
http://www.zakazenia.org.pl/index.php?okno=7&art_type=9&id=139
2008-03-27

Plik z chomika:

Inne pliki z tego folderu:

Inne foldery tego chomika:

Zgłoś jeśli naruszono regulamin